Реферат: Директор Инженерной Академии Док вет наук, проф. Е. Б. Никитин 2009 г. Автор: преподаватель И. В. Тимофеева Кафедра «Прикладная биотехнология» методические указания





МИНИСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ

РЕСПУБЛИКИ КАЗАХСТАН


ИННОВАЦИОННЫЙ ЕВРАЗИЙСКИЙ УНИВЕРСИТЕТ


Научно-образовательный комплекс

по кредитной технологии обучения


Методические указания

к практическим работам


по дисциплине Клеточная биотехнология


для студентов 2 курса специальности

050701 «Биотехнология»


ПАВЛОДАР 2008 год


УТВЕРЖДЕНО
Директор Инженерной Академии

Док. вет. наук, проф. _________ Е.Б. Никитин

«___» _______________ 2009 г.


Автор: преподаватель _____________ И.В. Тимофеева


Кафедра «Прикладная биотехнология»


^ МЕТОДИЧЕСКИЕ УКАЗАНИЯ К ПРАКТИЧЕСКИМ РАБОТАМ

по дисциплине Клеточная биотехнология


для студентов специальности

050701 «Биотехнология»


для очной формы обучения

на базе среднего образования


Разработана на основании Государственного общеобязательного стандарта высшего образования РК 3.08.327-2006 специальности 050701 «Биотехнология» (Астана, 2006г), типовой учебной программы по специальности «Биотехнология» и на основании рабочей учебной программы 2006 года для специальности 050701 «Биотехнология».


Рассмотрена на заседании кафедры «Прикладная биотехнология»

Протокол № ____ от _________200 г.


Зам. зав. кафедрой «Прикладная биотехнология» ________ М.С. Омаров


Утверждена на заседании научно-методического совета Инженерной Академии и рекомендована к изданию

Протокол № ____ от __________200 г.


Председатель НМС Инженерной Академии

Канд. техн. наук, проф. ______________ Е.К. Ордабаев


Согласовано:

Начальник ИМО

к.п.н., проф. ________________ Н.М. Ушакова


сдано в медиатеку __________________


СОДЕРЖАНИЕ


ВВЕДЕНИЕ 4

Практическая работа № 1 5

Практическая работа № 2 19

Практическая работа № 3 21

Практическая работа № 4 26

Практическая работа № 5 30

Практическая работа № 6 33

Практическая работа № 7 38

Рекомендуемая литература 41


ВВЕДЕНИЕ


Целью курса «Клеточная биотехнология» является ознакомление студентов с основами использования клеток растений и животных в биотехнологии.

Задачи настоящего курса заключается в том, чтобы вооружить будущих специалистов всесторонними и глубокими знаниями в области клеточной биотехнологии.

По окончании изучения дисциплины "Клеточная биотехнология" студент должен:

иметь представление о применении клеток живых организмов в качестве объектов для научных исследований;

знать основные принципы использования культуры клеток микроорганизмов, растений и животных в различных отраслях биотехнологии;

уметь применять полученные знания по клеточной биотехнологии в производстве и эксперименте;

владеть методами работы с культурами клеток микроорганизмов, растений и животных.

Основой для изучения дисциплины служат знания, приобретенные студентами при изучении общеобразовательных и ряда специальных дисциплин:

цитология;

физиология растений и животных;

микробиология и вирусология;

общая биология;

биохимия.



Практическая работа № 1

Основы работы в лаборатории клеточной биотехнологии


Требования к структуре лаборатории клеточной биотехнологии

Требования к персоналу лаборатории клеточной биотехнологии

Лабораторная посуда и аппараты, используемые в лаборатории клеточной биотехнологии

Методы обработки лабораторной посуды

Методы получения посевного материала

^ 1. ЛАБОРАТОРИЯ КЛЕТОЧНОЙ БИОТЕХНОЛОГИИ И ПРАВИЛА РАБОТЫ В НЕЙ

Биотехнологи имеют дело с популяциями (культурами), состоящими из миллионов особей и клеток. Культуру, со­держащую клетки одного вида, называют чистой. Если в культуре содержится более одного вида клеток, она носит название смешанной. На практике ис­пользуют главным образом чистые культуры. Ввиду того что в воздухе и на поверхности предметов (на столах, инструментах, одежде), а также на руках, волосах и т. д. всегда имеется большое количество разнообразных микроорганизмов, сле­дует постоянно заботиться о сохранении чистоты изучаемых куль­тур. Требование чистоты культур в значительной степени опреде­ляет специфику устройства биотехнологической лаборатории и правила работы микробиолога.

Биотехнологическая лаборатория включает ряд помещений, где проводят работу с культурами или подготовку к ней. Под лабораторные комнаты отводят наиболее светлые, просторные помещения, естественное освещение которых должно составлять не менее 110 лк. Поверхность столов и пол всех лабораторных помещений покрывают легко моющимся материалом — пласти­ком или линолеумом, а стены на высоту 170 см от пола окраши­вают в светлые тона масляной краской. Основное рабочее поме­щение оборудовано столами лабораторного типа, шкафами и пол­ками для хранения аппаратуры, посуды и реактивов. Столы име­ют подводку электроэнергии и снабжены газовыми горелками.

Кроме основного рабочего помещения лаборатория имеет стерилизационную, где размещены автоклавы и сушильные шкафы, бокс, моечную, холодильную комнату, термостаты или термостатированные комнаты для выращивания культур, поме­щение для хранения культур и т. д. Бокс служит для пересевов культур и представляет собой небольшую изолирован­ную комнату, разделенную перегородкой на две части. Входят в рабочее помещение бокса через тамбур с раздвижной дверью, что исключает резкое перемещение воздуха и, следовательно, занесе­ние извне посторонних микроорганизмов. Оборудование бокса сос­тоит из стола, стула, газовой горелки и бактерицидной лампы, ук­репленной в специальном штативе или смонтированной на потол­ке бокса. Удобно иметь в боксе подсобный стол, на котором раз­мещают необходимые во время работы предметы.

Широко используют настольные боксы разных конструкций — от камер с полностью открытой передней панелью до герметичес­ки закрытых камер, работа в которых осуществляется под отри­цательным воздушным давлением с помощью прикрепленных к передней панели резиновых перчаток. В некоторых боксах («ламинарах») чистота атмосферы рабочего пространства обеспечивает­ся циркуляцией стерильного воздушного потока внутри камеры.


^ 1.1 ПОДГОТОВКА ЛАБОРАТОРИИ КЛЕТОЧНОЙ БИОТЕХНОЛОГИИ К РАБОТЕ

Биотехнологическую лабораторию необходимо содержать в чистоте. В ней не должно находиться никаких лишних предметов. Следует регулярно проводить гигиеническую уборку лаборатор­ных помещений. Обеспечить полную стерильность лаборатории очень трудно и это не всегда необходимо, но значительно снизить количество микроорганизмов в воздухе и на различных поверх­ностях в лабораторных помещениях возможно. Для этого приме­няют различные способы дезинфекции. Слово «дезинфекция» оз­начает обеззараживание, т. е. уничтожение возбудителей инфек­ционных болезней на объектах внешней среды. Однако при дезин­фекционной обработке погибают не только патогенные, но и сап­рофитные бактерии. Иногда процесс дезинфекции оказывает сте­рилизующее действие.

Пол, стены и мебель в лаборатории обрабатывают пылесосом и протирают растворами различных де­зинфицирующих веществ. Обработка пылесосом обеспечивает осво­бождение предметов от пыли и удаление с них значительного ко­личества микроорганизмов. Установлено, что при 4-кратном про­ведении щеткой пылесоса по поверхности предмета с него удаля­ется примерно 47% микроорганизмов, а при 12-кратном— до 97%. В качестве дезинфицирующих растворов чаще всего пользуются 2—3%-ным раствором соды (бикарбоната натрия), 3—5%-ным раствором фенола (карболовой кислоты) или лизола (препарат фенола с добавлением зеленого мыла), 0,5—3%-ным водным раст­вором хлорамина и некоторыми другими дезинфектантами.

Воздух в лаборатории наиболее просто дезинфицировать проветриванием. Продолжительная вентиляция помещения через форточку (не менее 30—60 мин) приводит к резкому снижению количества микроорганизмов в воздухе, особенно при значительной разнице в температуре между наружным воздухом и воздухом по­мещения. Более эффективный и наиболее часто применяемый спо­соб дезинфекции воздуха — облучение ультрафиолетовыми луча­ми с длиной волны от 200 до 400 нм. Эти лучи обладают высокой антимикробной активностью и могут вызвать гибель не только вегетативных клеток, но и спор микроорганизмов.

Воздействие ультрафиолетовых лучей должно быть непосред­ственным и длительным. Это связано прежде всего с тем, что уль­трафиолетовые лучи обладают слабой проникающей способностью. Они не проходят, например, через обычное стекло, легко поглощаются частицами пыли. Кроме того, некоторые предметы, такие как белая бумага, пластины из полированиого алюминия или хрома, могут заметно отражать ультрафиолетовые лучи. Поэтому в зависимости от степени загрязненности воздуха для его стери­лизации требуется облучение от 30 мин до нескольких часов.

В качестве источника ультрафиолетового излучения использу­ются бактерицидные лампы. Излучателем в них служит электри­ческая дуга, возникающая в парах ртути низкого давления. Бо­лее 80% испускаемого ими спектра приходится на волны длиной 254 нм. Обычно бактерицидные лампы представляют собой трубки различного диаметра и длины, изготовленные из специального стекла, пропускающего излучение с длиной волны 254 нм. Каждая трубка вмонтирована в корпус-держатель и может быть снабже­на отражателем. Необходимо иметь в виду, что ультрафиолетовые лучи могут вызвать тяжелые поражения глаз. Поэтому при ра­боте с бактерицидными лампами нужно строго следить за тем, чтобы ни прямые, ни отраженные ультрафиолетовые лучи не попа­дали в глаза. В небольших помещениях при включенной бактери­цидной лампе находиться нельзя. Следует также учитывать, что при длительной непрерывной работе бактерицидной лампы интен­сивность излучения снижается. В этих случаях облучение целесо­образно вести с перерывами.

Рабочее место, где непосредственно проводится работа с культурами, требует особенно тщательной обра­ботки. Рабочий стол следует дезинфицировать не только до на­чала работы, но и после ее окончания. Для протирания поверхнос­ти стола можно использовать растворы лизола и хлорамина, а также 70%-ные (по объему) растворы изопропилового или эти­лового спиртов. Спирты весьма эффективны в отношении вегета­тивных форм микроорганизмов. Названные спирты можно также применять для дезинфекции рук. В тех случаях, когда поверхность стола имеет водооталкивающее покрытие, особенно удобен лизол. Поверхность рабочего стола можно дезинфицировать и ультра­фиолетовыми лучами. При этом следует учитывать, что бактери­цидное действие лучей тем выше, чем ближе облучаемая поверх­ность к источнику излучения.

В лаборатории не разрешается курить, хранить и употреблять еду, напитки, жевательную резинку. Работать следует в халатах.


^ 1.2 ПРАВИЛА РАБОТЫ С КУЛЬТУРАМИ КЛЕТОК


В лаборатории клетки выращивают на плотных, в жидких питательных средах, которые разливают в пробирки, кол­бы, матрацы и чашки Петри (рис. 1).






Рис. 1. Посуда для культивирования клеток: 1 — качалочная колба; 2 — качалочиая колба с отбойниками; 3 — ко­ническая колба; 4 — чашка Петри, 5 — пробирка, 6 — матрац


Посуду и питательные среды предварительно стерилизуют.

Внесение клеток в стерильную среду называется посевом, или инокуляцией. Посев клеток требует соб­людения определенных правил, которые необходимо выполнять, чтобы предохранить исследуемую культуру от загрязнения посто­ронними клетками, а также микроорганизмами. Перед посевом следует тщательно надписать на пробирке (колбе или чашке Петри) название культуры клеток и дату посева. Надпись делают чернилами по стеклу или на наклеенной этикетке.

Клетки для посева или приготовления препа­ратов берут бактериологической петлей или иглой (рис. 2), если клетки выращены на плотной среде.




Рис. 2. Бактериологическая петля (1) и бактериологическая игла (2).


В том случае, ког­да нужно приготовить препарат или пересеять культуры клеток, выросшие в жидкой питательной среде, лучше пользо­ваться не петлей, а стерильной пипеткой. Бактериологические пет­ли и иглы делают, используя тонкую проволоку из вольфрама или нихрома, которую закрепляют в металлическом или стеклянном держателе. Диаметр бактериологической петли — 4—5 мм.

Бактериологическую петлю (иглу) перед взятием клеток стерилизуют. Для этого проволоку накаливают до­красна в пламени горелки и одновременно обжигают примыкаю­щую к петле часть держателя, которую будут вводить внутрь со­суда, содержащего культуры клеток. Петлю рекомендуется дер­жать в пламени горелки почти вертикально, чтобы проволока была равномерно раскалена на всем протяже­нии. При прокаливании необходимо помнить, что наивысшая температура развивается в верхней и периферической частях пламени (рис. 3), поэтому не следует опускать петлю непосредственно к горелке.





Рис. 3. Значения температуры (в градусах Цельсия) в различных участках пламени газовой горелки


Сразу же после стерилизации петлю (иглу) вводят в сосуд с микроорганизмами. Чтобы не повредить клет­ки микроорганизмов, петлю (иглу) вначале охлаждают, прикасаясь ею к внутренней по­верхности сосуда или к питательной среде, свободной от клеток микроорганизмов, и толь­ко после этого захватывают небольшое коли­чество микробной массы.

Отбор клеток микроорганизмов, выращен­ных на плотной среде в пробирке, осущест­вляют следующим образом. Пробирку с куль­турой берут в левую руку так, чтобы поверх­ность питательной среды с налетом микроор­ганизмов была обращена кверху и хорошо вид­на. Пробирку держат в горизонтальном или несколько наклонном положении. В правую руку берут петлю так, как держат карандаш, и прокаливают в пламени горелки. Затем, не выпуская петли, мизинцем и безымянным пальцем правой руки прижимают ватную пробку к ладони, вынимают ее из пробирки и держат так во время последующих манипу­ляций. Края открытой пробирки с культурой микроорганизмов обжигают в пламени горел­ки и после этого вводят в пробирку стериль­ную петлю Взяв небольшое количество микробной массы с поверхности субстрата, вынимают петлю из пробирки, следя за тем, чтобы переносимый материал не касался сте­нок или краев пробирки. Горлышко пробир­ки снова обжигают в пламени горелки, затем обжигают ватную пробку и закрывают ею пробирку. Если конец ватной пробки загорится, то не следует бросать пробку. Ее нужно быстро ввести в пробирку, где вата сама потухнет. Ни в коем случае нельзя дуть на загоревшуюся пробку, так как это только усилит горение. Если в момент пересева ватная пробка упадет на стол или на пол, то не следует снова вставлять ее в про­бирку. Нужно взять новую стерильную пробку и начать всю опе­рацию заново. Закрытую ватной пробкой пробирку с культурой ставят в штатив, а извлеченный материал используют для приго­товления препарата или для пересева культуры в свежую среду.

Если культуру пересевают на ско­шенную агаризованную среду, то петлю вводят в пробирку до конца и, слегка касаясь ею поверхности агара, проводят снизу вверх либо зигзагооб­разную, либо прямую черту-штрих. При этом стараются не повредить по­верхность плотной среды. В случае пересева в жидкую среду (в колбы или пробирки) петлю с микробной массой погружают непосредственно в среду Оставшиеся на петле после пересева или приготовления препарата клетки микроорганизмов тщательно сжигают в пламени горелки. Прокаливание петли в этом случае начинают с уча­стка проволоки, примыкающего к кольцу, для того, чтобы микробная масса, оставшаяся на петле, подсохла. Затем петлю переводят в вертикаль­ное положение и прокаливают докрас­на. Такой порядок стерилизации пет­ли необходим потому, что при быстром нагревании влажной мик­робной массы происходит ее разбрызгивание и образуется аэро­золь, загрязняющий воздух. Только после прокаливания петлю можно положить на место.

Из жидкой среды клетки берут следующим образом: пипетку за верхний конец вынимают из бумаги или пенала, в которых ее стерилизовали, и вводят в пробирку или колбу с культурой, соб­людая все правила предосторожности, описанные выше. Отбирать жидкую культуру пипеткой можно с помощью резиновой груши. Использованную пипетку следует немедленно перенести в дезин­фицирующий раствор, например 3—5%-ный водный раствор фено­ла или 2%-ный раствор хлорамина, не касаясь ею окружающих предметов.

Когда необходимо провести рассев микроорганизмов из жидкой питательной среды на поверхность плотной среды в чашке Петри, поступают следующим образом. Расплавленную на кипящей водя­ной бане стерильную питательную среду, содержащую агар или желатину, разливают в стерильные чашки Петри. Для этого со­суд со средой берут в правую руку, вынимают из него пробку, за­жимая ее мизинцем и безымянным пальцем левой руки, обжига­ют горло сосуда в пламени горелки и, приоткрыв большим и сред­ним пальцами левой руки крышку чашки Петри, быстро налива­ют в чашку расплавленную среду в таком количестве (20—30 мл), чтобы дно чашки было полностью покрыто. Крышку тотчас зак­рывают и чашку оставляют на горизонтальной поверхности до тех пор, пока не застынет среда. Для посева приоткрывают крышку чашки Петри и на поверхность плотной среды наносят каплю или «петлю» жидкой культуры, которую осторожно распределяют стек­лянным стерильным шпателем (шпатель Дригальского) либо пет­лей.

Все описанные манипуляции следует проводить около пламе­ни горелки (но не в пламени), по возможности быстро, чтобы не загрязнить культуру посторонними микроорганизмами. Не реко­мендуется делать резкие движения и ходить около лица, рабо­тающего с чистой культурой, так как движение воздуха увеличи­вает вероятность случайного ее загрязнения. После пересева про­бирку или другие сосуды, в которых выращивают микроорганизмы, помещают в термостаты, где с помощью терморегуляторов под­держивается постоянная температура (см. гл. 4). Посуду с куль­турами микроорганизмов, подлежащими выбрасыванию, следует автоклавировать, чтобы убить клетки, и только после этого мыть. Культуры на плотных питательных средах можно заливать на сутки дезинфицирующим раствором, после чего их выбрасывают и посуду моют. Неаккуратное обращение с культурами микроорга­низмов приводит к возникновению бактериального аэрозоля.


^ 2. ВЕДЕНИЕ ЛАБОРАТОРНЫХ ЗАПИСЕЙ

Журнал лабораторных работ является документом, позволяю­щим контролировать правильность полученных результатов. В нем должны быть записаны сведения, имеющие отношение к выпол­нению данной работы. Запись необходимо вести аккуратно, четко и в определенном порядке, например:

Название опыта и его цель, дата его постановки и окончания.

Объект исследования.

Условия проведения опыта.

Основной принцип используемого метода анализа.

Полученные результаты.

Цифровой материал приводят в таблицах. Если необходимо, де­лают графики, диаграммы, рисунки. Каждая лабораторная рабо­та должна заканчиваться собственными наблюдениями и вывода­ми, записанными в журнале.

^ МЕТОДЫ СТЕРИЛИЗАЦИИ

Стерилизация является одним из важнейших и необходимых приемов в микробиологической практике. Слово «стерилизация» в переводе с латинского означает обеспложивание. В практической работе под стерилизацией понимают методы, применяемые для уничтожения всех форм жизни как на поверхности, так и внутри стерилизуемых объектов. Микробиологи стерилизуют питательные среды, посуду, различные инструменты и другие необходимые предметы с целью не допустить развития посторонних микроорга­низмов в исследуемых культурах. Термин «стерильность» имеет абсолютное значение. Можно говорить только либо о стерильнос­ти, либо о нестерильности, но не может быть состояния «частич­ной» или «неполной стерильности», «близкого к стерильному», «почти стерильного».

Различают термическую и холодную стерилизацию. В микро­биологии находят применение следующие способы термической сте­рилизации: прокаливание в пламени и обжигание, сухожаровая стерилизация (горячим воздухом), стерилизация насыщенным па­ром под давлением (автоклавирование), дробная стерилизация (тиндализация), кипячение. Из методов холодной стерилизации микробиологи используют стерилизацию фильтрованием, газооб­разными средствами, ультрафиолетовыми лучами и другими вида­ми излучений.

Возможность и целесообразность применения того или иного способа определяются в первую очередь физико-химическими свой­ствами материала, подлежащего стерилизации, а иногда и целью исследования.

^ СТЕРИЛИЗАЦИЯ ПИТАТЕЛЬНЫХ СРЕД

Стерилизация насыщенным паром под давлением (автоклавирование)

Это наиболее надежный и чаще всего применяемый способ сте­рилизации питательных сред. Он основан на нагревании материа­ла насыщенным водяным паром при давлении выше атмосферного. Известно, что температура пара возрастает при повышении его давления (табл. 3).

Совместное действие высокой температуры и пара обеспечи­вает особую эффективность данного способа. При этом погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов. Установлено, что споры большинства микроорганизмов не выдержи­вают и 5-минутную экспози­цию в насыщенном паре при 121°. Лишь споры некоторых почвенных микробов погибают при 1 атм только через 30 мин. Стерилизацию паром под дав­лением осуществляют в специ­альных герметически закры­вающихся толстостенных аппаратах — автоклавах. Устройство автоклавов. Автоклавы разнообразны по форме, размерам, ра­бочему давлению, конструкции и дру­гим показателям; они могут быть с руч­ным уцравлением, полуавтоматические и автоматические. Но поскольку все авто­клавы предназначены для выполнения одной и той же задачи — стерилизации, основной принцип их устройства один и тот же.

Автоклавирование. Отдельные операции процесса стерилиза­ции в автоклавах разных типов могут быть несколько различны­ми. Соответственно немного различается и техника работы с ними. Однако общий принцип проведения стерилизации в разных авто­клавах один и тот же.

Перед работой осматривают автоклав и контрольно-измери­тельную аппаратуру. При наличии любой неисправности (смеще­ние стрелки манометра с нуля, трещина на водомерной трубке и. др.) работать с автоклавом нельзя. После осмотра автоклава в водопаровую камеру наливают воду до верхней отметки на водо­мерной трубке. В некоторых автоклавах предельный уровень за­полнения водой контролируется воронкой. В стерилизационную камеру на специальную подставку помещают стерилизуемый ма­териал. Предметы следует размещать не слишком плотно, так как пар должен свободно проходить между ними, иначе они не нагре­ваются до нужной температуры и могут остаться нестерильными. Загрузив стерилизационную камеру, устанавливают и плотно за­винчивают крышку (дверь) автоклава. Затем открывают кран, соединяющий стерилизационную камеру с наружным воздухом, и включают нагрев.

После начала парообразования удаляют воздух из стерилизационной камеры. Это необходимое условие стерилизации, так как при одном и том же давлении температура чистого пара выше температуры смеси пара и воздуха. Поэтому если в автоклаве ос­танется воздух, материал может не простерилизоваться. Наиболее простой и очень распространенный способ освобождения автоклава от воздуха — вытеснение воздуха паром. Пар и конденсат отво­дят либо в сосуд с водой, либо в специальное устройство, соеди­ненное с канализацией. В первом случае на кран надевают ре­зиновый шланг, который опускают в воду. Началом продувания считают появление устойчивой непрерывной струи чистого пара. Пока в автоклаве еще имеется воздух, смесь воздуха и пара, про­ходя через воду, издает сильный треск. Чистый пар выходит с рав­номерным шипящим звуком. Его пропускают в течение 10 мин. В целом вся операция с момента появления пара с воздухом долж­на занимать не более 15—20 мин, иначе в автоклаве останется ма­ло воды и он может испортиться. Чтобы уменьшить расходы пара (воды), кран открывают не полностью. Степень открывания кра­на устанавливают на практике при эксплуатации автоклава. В наиболее совершенных автоклавах воздух из стерилизациоиной камеры удаляют с помощью вакуумного насоса.

Когда воздух вытеснен, закрывают пароотводный кран, и дав­ление пара доводят до показания, соответствующего режиму сте­рилизации. Режим автоклавирования часто выражают в единицах избыточного давления, указывая при этом продолжительность его поддержания. Например: стерилизация при 1 атм в течение 20 мин. На манометре автоклава обозначается именно то дополни­тельное давление, которое создается в автоклаве сверх нормаль­ного. Нередко режим автоклавирования характеризуют темпера­турой и временем. Как только стрелка манометра дойдет до ука­зателя определенного дополнительного давления и, следователь­но, температура пара достигнет соответствующего значения, под­держивают давление на этом уровне необходимое время путем ручного нли автоматического регулирования подачи пара. В авто­клавах с огневым обогревом подачу пара регулируют интенсив­ностью горения, в автоматических автоклавах — электроконтактным манометром.

По окончании времени стерилизации выключают нагрев авто­клава. Давление в автоклаве постепенно падает и сравнивается с атмосферным. Лишь после этого открывают кран, выводящий пар. Преждевременное открывание крана недопустимо, так как пере­гретые среды при резком снижении давления сразу же бурно за­кипают, смачивают и даже иногда выталкивают ватные пробки, что нарушает впоследствии стерильность материала. Когда пар выйдет, открывают крышку (дверь) автоклава, соблюдая при этом осторожность во избежание ожога паром лица и рук. Удаление пара из стерилизационной камеры автоклавов, оснащенных ваку­умным насосом, осуществляют с помощью насоса. Одновременно происходит подсушивание стерильного материала.

Поскольку автоклав является аппаратом, работающим при вы­соких давлениях и температурах, неправильное обращение с ним может быть причиной несчастных случаев. Установка автоклава и работа с ним производятся при строгом и точном выполнении пра­вил, указанных в прилагаемой к аппарату инструкции. К рабо­те допускаются только подготовленные лица.

При необходимости проконтролировать температуру в автокла­ве пользуются различными веществами, плавящимися при опре­деленной температуре. Эти вещества предварительно смешивают с нейтральными красителями и помещают в автоклав до начала стерилизации. В качестве индикаторов температуры используют фенантрен (температура плавления 98—100°), бензаурин (115°), серу (119°), бензойную кислоту (121—122°), мочевину (132°), глюкозу (146°), тиомочевину (180°), аскорбиновую кислоту (187—192°). На 100 г этих веществ берут 0,01 г красителя (фук­син, метиленовый синий), тщательно смешивают, рассыпают в стеклянные трубочки с одинаковым диаметром и толщиной стенок, запаивают и в вертикальном положении раскладывают между стерилизуемым материалом в автоклаве. По достижении в сосуде соответствующей температуры эти вещества расплавляются и ок­рашиваются в Цвет добавленного в них красителя.

Подготовка сред к стерилизации. При автоклавировании 3-5% жидкости теряется в ре­зультате испарения, поэтому ре­комендуется в приготавливаемые среды добавлять сверх объема примерно 5% дистиллированной воды. Тогда после стерилизации среда (раствор) будет иметь требуемую концентрацию.

Среды обычно стерилизуют в пробирках, колбах, бутылях. Ем­кости заполняют средой не бо­лее чем на половину их высоты, чтобы предотвратить смачивание пробок. Сосуды со средами закрывают ватными пробками. Они предохраняют среду от заражения микроорганизмами, находящи­мися в окружающем воздухе. Пробки должны быть достаточно плотными, чтобы выполнить эту функцию, но с равномерным рас­пределением волокон ваты, так как через них происходит газооб­мен культуры с окружающей средой. Слишком плотные пробки затрудняют снабжение культур воздухом.

Для приготовления пробки плоский кусок ваты, взятый вдоль волокна, скатывают валиком. Чтобы придать пробке прочность, ее прокатывают между ладонью и чистым стеклом, лежащим на столе. Длина пробки для обычной пробирки примерно 4 см. Проб­ка должна входить в пробирку на 1,5—2,0 см (рис. 34). Для сох­ранения формы пробку вынимают из горлышка, слегка вращая. Удобно обернуть пробку чистой марлевой салфеткой.

Перед стерилизацией пробки можно прикрыть бумажными колпачками. Нельзя обертывать пробки сосудов, которые будут стерилизоваться в автоклаве, целлофаном, фольгой или другими материалами, не пропускающими пар, так как пар должен обя­зательно проникать через пробку в сосуд, иначе среды не нагре­ются до нужной температуры и не простерилизуются. При исполь­зовании стеклянных, резиновых, корковых и других пробок их за­вертывают в двойной слой оберточной бумаги и стерилизуют при­вязанными к склянке, закрытой ватной пробкой. Пробки в сосуде меняют стерильно около пламени горелки.

Выбор режима автоклавирования. В микробиологической прак­тике стерилизацию в автоклавах осуществляют при температуре в пределах 111—138°, т. е. 0,5 до 2,5 атм. Температура ниже 111° не может считаться надежной; температура выше 138°, как пра­вило, не является необходимой, к тому же, чем выше давление пара, тем сложнее условия эксплуатации автоклава. При исполь­зовании автоклавов без вакуумных насосов наиболее надежными считаются следующие режимы стерилизации: 15—45 мин при 121° (1 атм) и 10—30 мин при 128° (1,5 атм). Микробиологи чаще все­го стерилизуют среды при 0,5 и 1 атм.

Температура и длительность автоклавирования питательных сред определяются прежде всего их составом, термоустойчивостью или термолабильностью компонентов. Такие легко разрушающиеся субстраты, как молоко или желатиновые среды, а также субстра­ты, содержащие сахара, витамины (пивное сусло, соки, дрожже­вой автолизат и др.) обычно стерилизуют при 0,5 атм в течение 15—30 мин. Мясопептонные среды можно стерилизовать при 1,0 атм 20 мин. Среды, содержащие агар, стерилизуются труднее, по­тому что стерилизация начинается фактически после того, как агар расплавится. Но и расплавленный агар требует для стерилизации вдвое больше времени, чем тот же объем воды. С трудом подда­ются стерилизации в автоклаве различные порошки (например, тальк) и вязкие жидкости (глицерин, вазелиновое масло), пос­кольку они плохо передают тепло и очень медленно прогреваются. Их лучше стерилизовать в сушильных шкафах при 160 ° в течение 2 ч или 1 ч при 170 °. В этом случае слой масла или порошка в сосуде не должен превышать 1,5 см.

Имеются субстраты, в которых могут быть споры, отличающие­ся особой термостабильностью. К ним относится почва, причем она, кроме того, и нагревается с замедленной скоростью. Ее обыч­но стерилизуют при 1 атм, либо один раз 2 ч, либо два дня подряд по 1 ч, а иногда — при 2 атм 2 ч.

Выбирая режим стерилизации, необходимо учитывать рН среды. При кислой реакции многие вещества, входящие в ее состав, могут подвергнуться гидролизу. Чем ниже значение рН, чем выше темпе­ратура и продолжительнее время стерилизации, тем интенсивнее происходит гидролиз. В результате после стерилизации переста­ют застывать среды с желатиной и даже с агаром. Если реакция среды щелочная, то при стерилизации выпадают в осадок соли же­леза, карамелизуются и становятся непригодными для использо­вания бактериями сахара. В некоторых случаях в процессе стери­лизации изменяется рН среды. Так, если рН среды с углеводами выше 7,0, то может произойти ее подкисление до рН 6,0. Особенно часто это наблюдается в присутствии ксилозы. Чтобы избежать таких явлений, рекомендуется углеводы, фосфаты, соли железа автоклавировать отдельно в виде более или менее концентриро­ванных растворов в дистиллированной воде при том значении рН, которое обеспечивает целостность вещества. После стерилизации растворы стерильно объединяют в нужном соотношении. Таким приемом раздельной стерилизации в микробиологии пользуются довольно часто, поскольку многие компоненты сред нельзя стери­лизовать одним и тем же способом.

Режим автоклавирования в значительной степени зависит от объема стерилизуемого субстрата. Чем больше объем, тем больше времени при одной и той же температуре (давлении) требуется для обеспечения надежности стерилизации. Имеет значение тол­щина стенок и форма емкостей. Это нужно учитывать в практической работе. Например, не следует стерилизовать термо­чувствительный субстрат одновременно в пробирках и больших бутылях. Если среда стерилизуется по режимам, рекомендованным для малых объемов, содержимое бутыли может не простерилизоваться. Если же стерилизация прово­дится с расчетом на большой объем, среда в пробирке прог­ревается значительно дольше, чем требуется, и может испор­титься.

После автоклавирования среды для проверки стериль­ности выдерживают 2—3 су­ток в термостате при 30°. Ес­ли в средах обнаруживается рост микроорганизмов, их го­товят заново.

^ Дробная стерилизация (тиндализация) и пастеризация

Тиндализация, или дроб­ная стерилизация, была пред­ложена в 1877 г. Тиндалем. Она применяется для сред, портящихся под действием температур выше 100°. Тиндализацию осуществляют текучим паром в автоклаве с незавинченной крышкой или в кипятильнике Коха. Среды прогревают не­сколько раз по 10—15 мин. Между прогреваниями среды ставят в термостат при температуре 30° на 8—12 ч для прорастания жиз­неспособных спор. Среды, не выдерживающие нагревания при 100°, прогревают более осторожно при 60—80° через каждые 8— 12 ч 4—5 дней подряд.

Однократный прогрев материала при температуре ниже 100° известен под названием пастеризация. Этот метод, предложенный Пастером, предназначен для уничтожения только бесспоровых форм микроорганизмов. Следовательно, в подавляющем большин­стве случаев он не обеспечивает стерильности. Пастеризацию про­водят при 60—80 ° 10—30 мин. Пастеризацию используют в пище­вой промышленности для обработки молока, фруктовых соков, вина, пива и др.

^ Стерилизация фильтрованием

Фильтрованием стерилизуют синтетические среды строго оп­ределенного состава, которые содержат легкоразрушающиеся или летучие компоненты — витамины, аминокислоты (цистеин и цистин), белки, ароматические углеводороды, антибиотики и др. Фильтрование жидкостей осуществляют через мелкопористые ма­териалы, легко адсорбирующие клетки микроорганизмов: асбест, целлюлозу, фарфор, каолин и т. д.

Стерилизующими фильтрами теоретически считают такие, раз­мер пор которых не превышает 0,7 мкм. В практике же пригод­ность фильтров для стерилизации устанавливают путем пробной фильтрации через них суспензии какого-либо мелкого микроор­ганизма, например Serratia marcescens. Для проверки на стериль­ность фильтрат в большом количестве высевают на питательную среду. Если в течение 5 суток тест-организм не вырастет, филь­тры мо
^ СТЕРИЛИЗАЦИЯ СТЕКЛЯННОЙ ПОСУДЫ

Основным способом стерилизации стеклянной посуды является обработка ее сухим горячим воздухом при температуре не выше 180° в течение 1—3 ч. При этом погибают и вегетативные клетки, и споры микроорганизмов. Стерилизацию осуществляют в специальных суховоздушных (сухожаровых) стерилизаторах и сушильных шкафах, приспособленных для стерилизации. Они различаются по форме и способам обогрева, но имеют сходное устройство. Их делают из термостойких материалов — обычно из металла и асбеста. Внутри стерилизатора имеются полки для размещения посуды, а наверху отверстие, в котором с помощью пробки
укрепляют термометр. У стенки стерилизатора (шкафа) или вблизи греющей
поверхности температура всегда значительно выше, чем внутри, поэтому ртутный шарик термометра должен находиться внутри шкафа на расстоянии 6—8 см от верх­
ней стенки. В верхней части сушильных шкафов имеется также отверстие для вентиляции, которое при стерилизации закрывают. Стерилизаторы и шкафы с электриче
еще рефераты
Еще работы по разное